Vous ne trouvez pas le bon anticorps pour votre expérience de cytométrie en flux ? Evitez de choisir le mauvais. Faites confiance à nos experts en génération d’anticorps pour développer la vôtre ! Notre plateforme de génération d’hybridomes pour les applications de diagnostic a un taux de réussite inégalé dans la génération d’anticorps monoclonaux. Cela nous rend si confiants dans notre capacité à répondre à vos exigences que nous incluons même un test dans votre propre laboratoire dans notre garantie !
Pourquoi choisir ProteoGenix pour élaborer votre
anticorps pour la cytométrie en flux ?
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garantie !
Nous garantissons que votre anticorps pour la cytométrie en flux fonctionnera dans vos conditions.
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de succès
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de niveau PhD
Nos gestionnaires de compte sont des experts en développement d’anticorps monoclonaux qui peuvent vous aider à prendre les meilleures décisions pour votre projet !
Évitez le risque de choisir le mauvais
anticorps pour la cytométrie de flux !
Le choix d’un mauvais anticorps pour la cytométrie en flux peut avoir des conséquences désastreuses pour votre projet, telles que la perte de temps et d’échantillons précieux. Pour éviter le risque de choisir un mauvais anticorps, ProteoGenix a développé un service de développement d’hybridomes garanti pour les applications de cytométrie en flux. Comment limitons-nous les risques ?
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Nous gérons l’ensemble du processus, du début à la fin.
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Nous testons les anticorps produits dans VOS PROPRES conditions.
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Nous vous envoyons une partie de l’échantillon afin que vous puissiez le tester par VOUS-MÊME dans vos propres conditions.
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Vous ne serez pleinement facturé que si cela a fonctionné lorsque vous l’avez testé ! TESTEZ LE, VALIDEZ LE, ACHETEZ-LE ! C’est notre garantie !
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Noter procédé de développement d'anticorps pour cytométrie en flux
| Étape | Contenu | Délai | Livrables |
|---|---|---|---|
| Production d’antigène |
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4 à 11 semaines | |
| Immunisation de souris |
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7 à 11 semaines | |
| Production d’hybridomes |
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4 à 5 semaines |
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| Production d’anticorps |
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7 à 11 semaines |
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Livrables après paiement total :
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Quel est le meilleur format d'anticorps
pour de la cytométrie en flux?
Les anticorps polyclonaux sont générés par immunisation d’un hôte avec un antigène cible et en collectant le sérum issu de cette immunisation. C’est le moyen le plus économique de produire une grande quantité d’anticorps contre une cible donnée. Si votre principale préoccupation est de détecter un antigène spécifique sur vos cellules, les anticorps polyclonaux peuvent suffire. Cependant, n’oubliez pas que les anticorps polyclonaux souffrent d’une faible spécificité par rapport aux anticorps monoclonaux, ce qui peut entraîner une liaison non spécifique. Ce problème peut être partiellement résolu par une conception soignée de l’antigène.
Les anticorps monoclonaux sont généralement obtenus en fusionnant des splénocytes produisant des anticorps monoclonaux avec des cellules de myélome pour former des hybridomes. Les hybridomes ont la particularité de sécréter un anticorps identique à celui de la cellule mère. Par rapport aux anticorps polyclonaux, les anticorps monoclonaux permettent d’obtenir des données plus nettes grâce à leur capacité à se lier uniquement à un épitope unique.
Un doute concernant le meilleur choix à faire pour votre projet ? Contactez nos chargés de projets de niveau PhD, qui seront heureux de vous aider !
Comment étiqueter vos anticorps
pour la cytométrie de flux ? Étiquetage direct ou indirect
L’une des questions les plus fréquemment posées lors de la mise au point d’anticorps pour la cytométrie en flux est la suivante : “Comment choisir entre coloration directe et indirecte ?”. Malheureusement, il n’y a pas de réponse claire à cette question. Cependant, nous pouvons essayer de vous partager quelques éléments qui devraient vous aider à prendre une décision.
La coloration directe fait référence à l’utilisation d’un anticorps primaire marqué. Cela indique que la lumière émise par le fluorophore est directement proportionnelle à la quantité d’anticorps présente sur la cellule (ou dans la cellule en cas de coloration intracellulaire) et, donc, à la quantité de la cible d’intérêt.
Contrairement à la coloration directe, la coloration indirecte est basée sur l’utilisation d’un anticorps secondaire marqué. Les anticorps secondaires sont généralement dirigés contre les anticorps de l’organisme hôte des anticorps primaires. Cette méthode présente deux avantages principaux :
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L’anticorps primaire n’est pas modifié, ce qui permet d’éviter les risques d’encombrement stérique ou de perte de spécificité/fonction.
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Il agit comme un amplificateur de signal car plusieurs anticorps secondaires marqués peuvent se lier à un seul anticorps primaire.
Cependant, il faut noter que l’utilisation d’anticorps secondaires marqués limite les possibilités de multiplexage. En effet, comme les anticorps secondaires sont dirigés contre les anticorps d’un organisme hôte, ils se lieront à chaque anticorps généré à partir d’un même hôte. Concrètement, deux anticorps primaires provenant d’une souris ne pourraient pas être utilisés dans la même expérience car la contribution de chaque anticorps primaire ne sera pas distinguable.
En résumé, les anticorps primaires marqués seront préférés pour les expériences demandant la mesure de plusieurs paramètres en parallèle (multiplexage). Les anticorps secondaires marqués seront particulièrement utiles pour la détection de cibles de faible abondance.
Principe de la cytométrie en flux
La cytométrie en flux est une technologie couramment utilisée pour la caractérisation de cellules et de particules uniques. Fondamentalement, un cytomètre en flux est composé de plusieurs éléments :
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Fluide de gaine : le rôle du fluide de la gaine est de concentrer la suspension de cellules à travers une petite buse et de les séparer. Ce processus de séparation est particulièrement important pour permettre au faisceau laser de contrôler chaque cellule une par une. Une mauvaise séparation des cellules ou un débit rapide peuvent entraîner une perte d’informations.
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Laser : le laser illumine chaque cellule avec une lumière cohérente à une longueur d’onde spécifique. La mesure de la lumière diffusée et de la fluorescence est le principe de base de la cytométrie en flux.
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Détecteurs : Les détecteurs recueillent la lumière diffusée et la fluorescence. Le signal optique est dirigé vers les détecteurs grâce à un système complexe composé de miroirs et de filtres.
En cytométrie de flux, les cellules peuvent être distinguées en fonction de plusieurs paramètres basés sur la mesure de la lumière diffusée et de la fluorescence :
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Leur taille
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Leur granularité
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L’expression d’une protéine cible
Les deux premiers paramètres sont mesurés grâce à la lumière diffusée. La lumière diffusée permet de différencier les différents types de cellules en traçant les paramètres de diffusion (scattergramme = diffusion de la lumière sous l’angle avant par rapport à la diffusion latérale). En général, l’intensité de la diffusion de la lumière vers l’avant est corrélée au volume de la cellule, tandis que la diffusion latérale reflète la complexité de la structure interne de la cellule.
Il est intéressant de noter que les cellules peuvent également être séparées selon qu’elles expriment ou non une protéine cible. Cela peut être réalisé grâce à des anticorps marqués par fluorescence qui combinent les propriétés optiques d’un marqueur fluorescent avec la sélectivité d’un anticorps. Cela permet à l’anticorps marqué de se lier à une seule protéine ou modification et de servir de marqueur pour la détection des cellules contenant la cible. Veuillez noter que les anticorps n’interfèrent pas entre eux et qu’il est possible de détecter plusieurs cibles en parallèle.
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