ANTICORPS POUR LA CYTOMÉTRIE EN FLUX

Vous ne trouvez pas l’anticorps adéquat pour votre expérience de cytométrie en flux ? Évitez un mauvais choix. Faites confiance à nos experts en génération d’anticorps pour développer le vôtre ! Notre plateforme de génération d’hybridomes pour applications diagnostiques affiche un taux de réussite inégalé pour la production d’anticorps monoclonaux. C’est pourquoi nous sommes si confiants dans notre capacité à répondre à vos exigences que nous incluons même un test dans VOTRE laboratoire dans notre garantie !

Livrables après paiement total :

• 1,9 mg d’anticorps purifié
• Une lignée cellulaire hybridome (4 cryotubes)
• 150 µg de protéine purifiée
• Gène dans pUC57

Quel format d’anticorps choisir pour la cytométrie en flux ?

Les anticorps polyclonaux sont obtenus par immunisation d’un hôte avec votre antigène cible, puis par collecte du sérum. C’est la méthode la plus économique pour produire une grande quantité d’anticorps contre une cible donnée. Si votre principal objectif est de détecter un antigène précis à la surface de vos cellules, des anticorps polyclonaux peuvent suffire. Toutefois, gardez à l’esprit que leur spécificité est plus faible comparée aux anticorps monoclonaux, ce qui peut entraîner des fixations non spécifiques. Ce problème peut être partiellement minimisé par un design d’antigène soigneux.

Les anticorps monoclonaux sont généralement obtenus après fusion de splénocytes producteurs d’anticorps (mAb) avec des cellules myélomateuses pour former des hybridomes. Les hybridomes ont la particularité de sécréter un anticorps identique à celui de la cellule mère. À la différence des anticorps polyclonaux, les anticorps monoclonaux permettent des données plus précises grâce à leur capacité à ne reconnaître qu’un unique épitope.

Vous hésitez sur le meilleur choix pour votre projet ? Contactez nos gestionnaires de compte PhD qui se feront un plaisir de vous assister !

Comment marquer vos anticorps
pour la cytométrie en flux ? Marquage direct vs indirect

L’une des questions les plus fréquentes lors du développement d’anticorps pour la cytométrie en flux est : « Dois-je choisir un marquage direct ou indirect ? » Hélas, il n’existe pas de réponse toute faite. Toutefois, nous pouvons partager plusieurs éléments pour éclairer votre choix.

Le marquage direct consiste à utiliser un anticorps primaire marqué. Cela signifie que la lumière émise par le fluorophore est directement proportionnelle à la quantité d’anticorps présente sur (ou dans le cas d’un marquage intracellulaire, dans) la cellule ciblée, et ainsi à la quantité de la cible à détecter.

À l’inverse, le marquage indirect emploie un anticorps secondaire marqué. Les anticorps secondaires sont en général dirigés contre les anticorps issus de l’espèce hôte des anticorps primaires. Cette méthode a deux atouts majeurs :

1. L’anticorps primaire reste intact, éliminant les risques de modification de structure ou perte de spécificité/fonction
2. Agit comme amplificateur : plusieurs anticorps secondaires marqués pouvant se fixer sur un même anticorps primaire

Cependant, l’utilisation d’anticorps secondaires marqués limite les options de multiplexage. En effet, si plusieurs anticorps primaires proviennent de la même espèce, les anticorps secondaires se fixeront à chacun, rendant chaque signal non différenciable. Par exemple, deux anticorps murins ne peuvent pas être utilisés ensemble sans ambiguïté.

En résumé, les anticorps primaires marqués sont préférés pour les expériences nécessitant la mesure de plusieurs paramètres en parallèle (multiplexage), tandis que les anticorps secondaires marqués seront avantageux pour détecter des cibles en faible abondance.

Principe de la cytométrie en flux

La cytométrie en flux est une technologie couramment utilisée pour la caractérisation de cellules et particules individuelles. Un cytomètre en flux est composé de plusieurs éléments :

• Fluide gainant : son rôle est de concentrer la suspension cellulaire par une buse fine et de séparer les cellules. Cette étape est cruciale pour permettre au laser d’analyser chaque cellule une à une. Une séparation insuffisante ou un débit trop élevé peut entraîner une perte d’informations.
• Laser : le laser éclaire chaque cellule avec une lumière cohérente à une longueur d’onde précise. L’analyse de la lumière diffusée et la détection de fluorescence sont au cœur de la cytométrie en flux.
• Détecteurs : ils recueillent la lumière diffusée et la fluorescence. Le signal optique est dirigé vers les détecteurs grâce à un système complexe de miroirs et filtres.

En cytométrie en flux, les cellules peuvent être distinguées selon plusieurs critères basés sur la lumière diffusée et/ou la fluorescence :

• Leur taille
• Leur granularité
• L’expression d’une protéine cible

Les deux premiers paramètres sont mesurés à partir de la lumière diffusée. Elle permet de différencier différents types cellulaires via les paramètres Forward Scatter (FSC) et Side Scatter (SSC). L’intensité du FSC est habituellement corrélée au volume cellulaire tandis que le SSC reflète la complexité de la structure interne.

Intéressant à noter : les cellules peuvent aussi être séparées selon l’expression d’une protéine-cible, grâce à des anticorps couplés à un fluorochrome. Ceux-ci allient les propriétés optiques du marqueur fluorescent et la sélectivité d’un anticorps, permettant de détecter toute cellule exprimant la cible d’intérêt. Les anticorps marqués n’interfèrent pas entre eux, il est donc possible de détecter plusieurs cibles en parallèle.

Nos autres packs garantis par application

Anticorps pour applications en immunohistochimie
Anticorps pour applications Western Blot
Anticorps pour applications immunoprécipitation
Anticorps pour applications en immunofluorescence
Anticorps garantis pour modifications spécifiques
Anticorps garantis ELISA
Développement de tests ELISA